Guide labo

• dr Michael Boudewijns, tél. 056 63 42 40
• prof. phm. bio. Nico Callewaert, tél. 056 63 42 45
• dr phm. Liselotte Coorevits, tél. 056 63 42 50
• dr phm. Kathleen Croes, tél. 056 63 42 46
• phm. bio. Annelies De Bel, tél. 056 63 42 41
• dr Lien Gruwier, tél 056 63 42 48
• phm. bio. Olivier Heylen, tél 056 63 42 42
• phm. bio. Sylvie Mulliez, tél 056 63 42 51
• dr An Nijs, tél. 056 63 42 47
• dr Serge Vanderschueren, tél. 056 63 42 44
• prof. dr Tom Van Maerken, tél. 056 63 42 43

Si vous avez des plaintes ou réclamations sur le fonctionnement du laboratoire, n’hésitez pas à vous adresser au coordinateur de qualité, au directeur du laboratoire ou à un biologiste-clinique du laboratoire. 

Chaque plainte est enregistrée, examinée et traitée. Les plaintes et réclamations nous permettent de constamment améliorer la qualité de nos services et de répondre aux attentes de nos référents. 
 

Le résultat d’une analyse labo peut être impacté par quelques variables, telles que : 

• L’heure du prélèvement :

de nombreux paramètres montrent un rythme circadien (le cortisol, le fer p. ex.)
=> En règle générale, il est conseillé d’effectuer les prélèvements le matin. 

• Lieu du prélèvement :

lit vasculaire artériel, veineux ou capillaire. Cette notion est d’autant plus importante quand il s’agit de gazométrie, d’hématocrite et de glucose. 
=> Les analyses sont effectuées sur des prélèvements veineux, sauf indication contraire dans la fiche d’analyse.

• Consommation alimentaire : 

la consommation d’aliments peut fortement influencer un bon nombre de paramètres (glucose p. ex.). La lipémie postprandiale peut, en plus, interférer avec les méthodes de mesure
=> Effectuez de préférence un prélèvement chez le patient à jeun (qui a passé une nuit sans manger ni boire).

• Position :

le fait de s’assoir ou de rester debout juste avant un prélèvement influence un grand nombre de paramètres. En général, cet impact est d’autant plus important que la taille du paramètre est grande (p. ex. globules blancs versus potassium) 
=> Préférez un même prélèvement dans la même position, en position allongée p. ex.

• Activité physique :

l’activité musculaire a un impact sur un certain nombre d’enzymes (CK, AST et ALT p. ex.). Elle peut également être associée à un effet aigu et une microalbuminurie. 
=> Demandez au patient d’éviter tout effort physique juste avant le prélèvement.

• Médication :

un grand nombre de médicaments influence la liaison des substances aux protéines plasmatiques. Les médicaments peuvent, par ailleurs, interférer avec la méthode de mesure même.

• Grossesse :

les valeurs de référence de nombreux paramètres sont modifiées pendant une grossesse.

• Réaction en phase aigüe : 

fait augmenter le CRP et la sédimentation ainsi que d’autres protéines comme la ferritine. D’autres paramètres comme l’albumine, la transferrine, le fer et le cholestérol baisseront au contraire.

• Traitements médicamenteux :

le PSA peut baisser suite à un toucher rectal. L’utilisation thérapeutique d’anticorps monoclonaux peut également interférer avec certaines méthodes de mesure.

En général, le meilleur moment pour une prise de sang est le matin, à jeun. Pour une quantité d’urine ordinaire, il est également conseillé de collecter l’urine matinale. 

Vous retrouverez les éventuelles particularités concernant la préparation des patients aux analyses spécifiques dans la fiche d’analyse concernée.

Chaque fiche d’analyse spécifique décrit le matériel d’échantillonnage à utiliser pour chaque analyse figurant dans le guide labo. N’utilisez pas de matériel périmé. 

Matériel de prélèvement microbiologie (uniquement en NL) 
Matériel de prélèvement tube de sang (uniquement en NL)
Matériel de prélèvement urines, fèces et autres fluides corporaux (uniquement en NL)

Vous trouverez les éventuelles exigences particulières d’échantillonnage d’une analyse spécifique dans la fiche d’analyse concernée. 

Volume d’échantillon nécessaire :
Dépend de la nature et du nombre d’analyses demandées. 

Sang 

• Par type, un tube (EDTA, citrate, fluorine, héparine ou sérum) suffira généralement pour les examens de routine chimie, hématologie et hémostase clinique.
• Pour les examens destinés à la banque de sang, la sérologie et les analyses pour envoi, un tube supplémentaire doit systématiquement être prélevé.
• Pour des raisons pratiques, les fiches d’analyse reprennent souvent 1 tube comme « volume minimum requis ». Si vous avez demandé plusieurs analyses pouvant être effectuées sur le même tube, le volume ne peut toutefois être calculé en additionnant simplement le nombre de tubes.
• Si une analyse nécessite un volume spécial (tubes séparés ou multiples), le formulaire de demande et la fiche d’analyse le signaleront. 
• En cas de doute, consultez le secrétariat du laboratoire !

Urine

• Volume normal :
  • Généralement, un grand tube suffit pour les paramètres chimiques. Un petit tube avec acide borique pour la culture, obtenu depuis un récipient d’urine bien rempli.
  • Si de grands volumes sont nécessaires, le formulaire de demande et la fiche d’analyse le signaleront. 
• Collecte des urines 24 h
  • Utilisez le nombre de récipients à urine nécessaires en fonction du volume produit.

Prise de sang périphérique

En général :

• Évitez d’introduire l’aiguille à hauteur d’une cicatrice, d’un hématome ou d’un œdème.
• N’introduisez jamais l’aiguille dans le bras situé du côté d’une mastectomie/un évidement axillaire récent.
• N’introduisez pas l’aiguille du côté de la perfusion.
• Attendez jusqu’à ce que la solution alcoolique pour désinfecter la peau soit sèche avant d’introduire l’aiguille.
• Desserrez le garrot dès que le sang coule dans le tube.

Ordre du prélèvement des tubes : 

• TOUJOURS EN PREMIER : prélèvement stérile (hémoculture)
• PAR LA SUITE (de préférence dans l’ordre suivant) :
  • citrate (bleu clair
  • sérum avec gel (ocre)
  • héparine (vert)
  • EDTA (mauve)
  • fluoride (gris)

Remplissage des tubes :

• Laissez le sang s’écouler jusqu’à ce qu’il atteigne le repère sur l’étiquette et s’arrête (tous les tubes de prélèvement sont sous vide). 
• En cas de remplissage incomplet, retirez brièvement le bouchon du tube pour évacuer l’aspiration (prévient lyse RBC). 
• Le tube de citrate (bouchon bleu clair) doit être correctement rempli.
• Mélangez tous les tubes (avec et sans anticoagulants) directement après le prélèvement en les retournant délicatement 8 à 10 fois de suite. Ne JAMAIS secouer !

Collecte des urines 24 h

• La collecte des urines commence le matin après le réveil et la vidange de la vessie. La première urine du matin doit être évacuée dans les toilettes. L’heure de la première urine doit être indiquée sur le formulaire de demande (8 h 15 p. ex.) et représente également le début de la collecte 24 h. 
• Essayez de recueillir chaque goutte d’urine produite au cours d’un jour et d’une nuit. Il ne s’agit pas seulement des urines des petits besoins, mais aussi des urines produites lors des grands besoins. Versez toutes les urines dans le récipient fourni et conservez-le de préférence dans un endroit frais (réfrigérateur p. ex.). 
• La collecte des urines prend fin le jour suivant, après avoir recueilli la première urine du matin. Contrairement à l’urine du matin du jour précédant, celle-ci doit être ajoutée au récipient. Sur le formulaire de demande, indiquez l’heure de cette dernière urine qui représente également l’arrêt de la collecte 24 h.  
• Il est important de soigneusement prendre note de l’heure de la première et dernière urine. Elles ne doivent pas forcément être espacées d’exactement 24 heures, du moment que vous commencez à recueillir vos urines après la première urine du matin et arrêtez après la première urine du matin du deuxième jour. 

En général : 

• Effectuez de préférence des échantillons microbiologiques avant le traitement antimicrobien. 
• Fermez toujours hermétiquement les récipients (bien serrer le bouchon à vis !) pour éviter toute fuite pendant le transport. 
• Retirez les aiguilles des seringues, purgez et posez un bouchon de protection.  
• Les échantillons destinés aux examens microbiologiques doivent être les plus stériles possibles. Minimalisez le risque de contamination par la flore commensale. 
• Pour les tissus et fluides corporaux, préférez une biopsie ou ponction à un écouvillon. 
• Prélevez les échantillons destinés à la culture anaérobique dans un récipient hermétiquement scellé afin d’éviter le plus possible l’introduction d’oxygène (une seringue p. ex.).
• Apportez les échantillons au laboratoire le plus vite possible. Les microorganismes se multiplient ou meurent rapidement et si tel est le cas pendant le prélèvement, le transport ou la conservation, la culture n’est plus représentative pour le processus pathologique du patient.  
• Indiquez sur le formulaire de demande, les informations cliniques pertinentes pour l’interprétation de la culture. Un descriptif détaillé de l’origine de l’échantillon (pas une plaie, du pus…) est essentiel.

Écouvillon floqué avec 1 ml de milieu de transport liquide. La composition du milieu de transport est différente :

• Bouchon rose : milieu de transport Amies, permet la croissance de germes aérobiques et anaérobiques. 
• Bouchon orange : milieu de transport Amies, permet la croissance de germes aérobiques et anaérobiques, contient un écouvillon floqué avec une tige partiellement fine pour les prélèvements depuis des zones difficilement accessibles (nasopharynx, urètres… p. ex.).
• Bouchon rouge : milieu de transport universel (UTM), contient des antibiotiques et n’est donc pas adapté à la culture bactériale, adapté aux virus, Mycoplasma, Ureaplasma et Chlamydia. 
• Bouchon blue : Trypic Soy Broth (TSB) avec 2,5 % de NaCl, permet la croissance sélective de staphylocoques. Utilisé pour les dépistages MRSA. 
• Bouchon bleu clair : LimBroth, permet la croissance sélective de GBS. 

Instructions de prélèvement par type d’échantillon :

Échantillons respiratoires 

Voies aériennes supérieures 

Gorge : 

• Échantillon clinique : eSwab bouchon rose (voir instructions de prélèvement eSwab)
  • Utilisez un abaisse-langue pour pousser la langue vers l’avant et le bas. 
  • Frottez uniquement les zones enflammées à hauteur des amygdales et à l’arrière de la gorge avec un écouvillon stérile. Effectuez des mouvements assez vigoureux (mais non douloureux).
  • Évitez tout contact avec la langue et les muqueuses buccales. 
• Dépistage MRSA (uniquement en NL) : eSwab bouchon bleu (voir instructions de prélèvement eSwab)

Nez: 

• Dépistage S. aureus : eSwab bouchon rose (voir instructions de prélèvement eSwab)
  • Insérez l’écouvillon à un centimètre de profondeur dans la narine et effectuez un mouvement rotatif.
  • Répétez ce geste, avec le même écouvillon, dans l’autre narine. 
• Dépistage MRSA (uniquement en NL): eSwab bouchon bleu (voir instructions de prélèvement eSwab)

Sinus: seringue stérile 

• En cas de sinusite, il est souhaitable de procéder à une aspiration par aiguille fine du sinus scellé après décontamination de la cavité nasale. 

Frottis nasopharynx : eSwab bouchon orange pour les agents bactériens ou écouvillon UTM bouchon rouge pour les agents viraux (voir instructions de prélèvement eSwab)

• Enlevez les sécrétions du nez. 
• Positionnez la tête du patient en hyperextension. 
• Insérez l’écouvillon dans la narine et poussez-le prudemment jusqu’au nasopharynx.
• Faites délicatement pivoter l’écouvillon et maintenez-le trente secondes en place (ou jusqu’à une quinte de toux). 
• Retirez l’écouvillon d’un geste souple. 
• Répétez ce geste dans l’autre narine. 

Expectorations : récipient stérile de laboratoire 

Les expectorations matinales sont préférées à d'autres. Elles peuvent être obtenues par une toux induite ou non. Non pas la salive, mais les sécrétions profondes doivent être prélevées. Ne pas regrouper les échantillons. 

• Expliquez la différence entre la salive et les expectorations au patient. 
• Retirez éventuellement le dentier du patient. 
• Permettez au patient de se rincer la bouche à l’eau avant le prélèvement. 
• Demandez au patient de respirer profondément plusieurs fois de suite.
• Versez immédiatement l’échantillon dans le récipient de laboratoire. 

Aspiration endotrachéale : récipient stérile de laboratoire

Ce type d’échantillon est obtenu par aspiration via une trachéostomie ou un tube endotrachéal. 

Lavage bronchoalvéolaire :  récipient stérile de laboratoire 

Une quantité de solution saline physiologique est introduite dans les alvéoles pulmonaires avant d’être réaspirée par un bronchoscope souple muni d’un fin cathéter. Il existe peu d’informations sur l’endroit optimal pour obtenir le liquide d’un lavage bronchoalvéolaire. Une directive générale consiste toutefois à pratiquer le lavage à l’endroit où la pathologie est la plus présente sur les radios. En cas de pathologie diffuse, le lavage est généralement pratiqué sur le lobe moyen droit ou la lingula qui permet le plus haut rendement chez le patient en décubitus. La durée de contact optimal avant l’aspiration de la solution saline physiologique n’est pas connue. Le lavage bronchoalvéolaire est la méthode la plus fiable pour identifier l’agent étiologique d’une pneumonie.

Ponctions, tissus et plaies 

• Hémoculture (uniquement en NL) : voir procédure Prélèvement hémoculture dans le Livre des procédures

• Liquides de ponction : envoyez toujours TOUT le liquide disponible :
  • Liquide céphalorachidien : récipient stérile de laboratoire : Asepsie stricte nécessaire pour prévenir le risque de contamination secondaire de l’échantillon par le microbiote de la peau. Le spécimen doit être recueilli dans un récipient stérile de laboratoire, de préférence un tube conique stérile. 
  • Ascite et liquide de dialyse péritonéale : récipient stérile de laboratoire ou seringue + deux bouteilles d’hémoculture 

Remplissez les deux bouteilles d’hémoculture avec 10 ml de liquide par bouteille. Remplissez d’abord la bouteille aérobique et ensuite la bouteille anaérobique. Gardez toujours une faible quantité (0,5 ml) dans la seringue et remettez-la au laboratoire. Purgez la seringue, retirez l’aiguille et fermez la seringue à l’aide d’un bouchon stérile. 

• Liquide synovial : récipient stérile de laboratoire ou seringue + hémoculture pédiatrique Remplissez la bouteille d’hémoculture pédiatrique avec max. 10 ml de liquide. Conservez toujours un volume (1 ml) dans la seringue et remettez-la au laboratoire. Purgez la seringue, retirez l’aiguille et fermez la seringue à l’aide d’un bouchon stérile. 
• Autres fluides. Purgez la seringue, retirez l’aiguille et fermez la seringue à l’aide d’un bouchon stérile.
• Biopsie : récipient stérile de laboratoire

Un petit fragment de tissu (< 1 cm3) doit être obtenu par biopsie ou au cours de l’opération et envoyé dans des conditions humides pour prévenir tout dessèchement. Versez une petite quantité (max. 1 ml) d’eau physiologique stérile dans un récipient stérile. Pour de très faibles quantités de tissus, préférez une gaze stérile imbibée d’eau physiologique stérile et sur lequel vous viendrez déposer un fragment de tissu.  

• Pus (uniquement en NL) : voir aussi la procédure Prélèvement d’un échantillon d’exsudat pour culture dans le Livre des procédures.
• Échantillonnage microbiologique en cas de suspicion d’infection périprothétique (genou/hanche) (uniquement en NL) : voir Livre des procédures.
• Oreille : eSwab bouchon rose ou orange (voir instruction de prélèvement eSwab)
  • Uniquement conseillé en cas d’otite moyenne avec tympan perforé. Nettoyez le canal auditif externe avant l’échantillonnage. Recueillez le pus à l’aide d’un écouvillon. 
  • Otite externe : nettoyez le canal auditif extérieur à l’aide d’eau physiologique. Échantillonnez la lésion en la frottant rapidement. 
• Conjonctivite :
  • Agents bactériens : eSwab bouchon rose ou orange (voir consignes de prélèvement eSwab). Prélevez également un échantillon de l’œil non infecté pour vérification. 
  • Le prélèvement pour diagnostic moléculaire (C. trachomatis/N. gonorrhoeae PCR) nécessite un milieu Cobas PCR séparé (bouchon jaune) en plus de l’écouvillon de prélèvement pour la culture. 
  • Herpès simplex : écouvillon UTM bouchon rouge (voir instructions de prélèvement eSwab)
• Cornée :
  • Contactez le microbiologiste avant l’échantillonnage pour l’inoculation de fragments de cornée. 
  • Avant cela, faites un prélèvement de la conjonctivite. 
  • Si le patient porte des verres de contact, envoyez-les également au labo. 
• Humeur vitrée : Contactez le microbiologiste avant le prélèvement de l’échantillon.
   

Urines

• Urine à mi-jet : voir procédure Prélèvement d’urine pour examen bactériologique (uniquement en NL) dans le Livre des procédures ou voir fiche d’analyse Culture d’urine 
• Premier échantillon d’urine : voire fiche d’analyse C. trachomatis PCR ou N. gonorrhoeae PCR.

Échantillons gastro-intestinaux 

• Fèces : récipient non stérile avec cuillère et bouchon à vis rouge ou propre récipient. Préférez les analyses sur des fèces molles (l’échantillon prend la forme du récipient). Ne repêchez jamais un échantillon depuis l’eau des w.c. et évitez toute contamination avec l’urine. 
  • Munissez-vous d’un récipient propre, mais pas forcément stérile disposant d’un large goulot et pouvant être verrouillé en toute sécurité. Placez-le dans les w.c.. 
  • Alternative : utilisez une panne de lit ou un sachet en plastique et transvasez 10 à 20 gr dans le récipient à fèces. Si présents, transvasez également la fraction de muqueuse saignante ou purulente dans le récipient à fèces. 
  • Pour les nourrissons, munissez-vous d’une cuillère pour recueillir les fèces depuis le lange. Ne grattez pas avec la cuillère sur le lange. 
• Écouvillons rectaux : eSwab bouchon rose (voir instructions de prélèvement eSwab
  • Pour la coproculture : ce type d’échantillon est uniquement acceptable chez les enfants ou personnes gravement malades, souffrant de diarrhée et chez qui il est impossible d’obtenir un échantillon de fèces régulier. Technique de prélèvement : voir CPE ou VRE. L’écouvillon doit clairement présenter des fèces après prélèvement.
  • Pour CPE/VRE : CPE isolation et VRE isolation dans le Livre des procédures.
  • Pour Neisseria gonorrhoeae : insérez l’écouvillon jusqu’à hauteur du sphincter. Déplacez l’écouvillon de gauche à droite et retirez-le. AUCUNE trace de fèces ne peut être présente sur l’écouvillon. Le prélèvement pour le diagnostic moléculaire (C. trachomatis/ N. gonorrhoeae PCR) nécessite un milieu Copas PCR séparé (bouchon jaune) en plus de l’écouvillon de prélèvement pour la culture. 
• Méthode Scotch pour dépister Enterobius vermicularis : papier collant transparent et lame de microscope.  
  • Utilisez uniquement du papier collant transparent. 
  • Heure idéale de prélèvement : le matin avant d’avoir pris sa douche et de s’être soulagé ou quelques heures après s’être endormi. 
  • Appuyez plusieurs fois le côté adhésif du papier collant contre la région périanale.
  • Collez le papier collant sur la lame de microscope. 

Échantillons urogénitaux 

Chez la femme 

• Vagin : eSwab bouchon rose (voir instructions de prélèvement eSwab)
  • Insérez l’écouvillon à 5 cm de profondeur dans le vagin. 
  • Faites doucement pivoter l’écouvillon contre les parois latérales du vagin pendant 15 à 30 secondes. 
  • Retirez l’écouvillon d’un geste souple. 

Le prélèvement pour le diagnostic moléculaire (C. trachomatis/N. gonorrhoeae PCR) nécessite un milieu Copas PCR séparé (bouchon jaune) en plus de l’écouvillon de prélèvement pour la culture.

• Vaginal/rectal : eSwab LimBroth pour GBS bouchon bleu clair (voir instructions de prélèvement eSwab)
  • Effectuez d’abord le prélèvement vaginal tel que décrit plus haut.
  • Utilisez ensuite le même écouvillon pour le prélèvement rectal. 
• Cervix : eSwab bouchon rose (voir instructions de prélèvement eSwab)
  • Mettez le spéculum en position. 
  • Retirez les muqueuses ou sécrétions vaginales de l’os cervical. 
  • Introduisez l’écouvillon dans le canal endocervical. 
  • Faites rapidement pivoter l’écouvillon pendant 15 à 30 secondes. 
  • Retirez prudemment l’écouvillon tout en essayant d’éviter la contamination par les sécrétions vaginales. 

Le prélèvement pour le diagnostic moléculaire (C. trachomatis/N. gonorrhoeae PCR) nécessite un milieu Copas PCR séparé (bouchon jaune) en plus de l’écouvillon de prélèvement pour la culture.

• Lésion herpès : eSwab UTM bouchon rouge (voir instructions de prélèvements eSwab)
  • Ponctionnez une vésicule fermée et recueillez le liquide à l’aide de l’écouvillon. 
  • Une moins bonne alternative consiste à racler le fond d’une ancienne lésion. 

Chez l'homme

• Les sécrétions prostatiques peuvent être obtenues par massage rectal de la prostate ainsi qu’un prémassage et postmassage collecte des urines, ou en cultivant l’éjaculat. 

• Utilisez un récipient stérile de laboratoire. Des instructions supplémentaires peuvent être requises en fonction de l’indication de la culture de sperme.

  • Lavez soigneusement les mains et la zone génitale avec de l’eau et du savon. 

  • Rincez le savon et essuyez bien avec, de préférence, une serviette fraiche. 

  • L’échantillon de sperme est produit par masturbation et recueilli dans un récipient stérile de laboratoire dont le goulot est suffisamment large pour permettre un recueil facile. 

Le prélèvement pour le diagnostic moléculaire (C. trachomatis/N. gonorrhoeae PCR) nécessite un milieu Copas PCR séparé (bouchon jaune) en plus de l’écouvillon de prélèvement pour la culture.

• Urètre : eSwab bouchon orange (voir instructions de prélèvement eSwab)
  Effectuez de préférence le prélèvement une à trois heures après la dernière miction. 
  • Recueillez l’exsudat sur l’écouvillon depuis l’urètre. En cas d’absence d’exsudat, effectuez un prélèvement intra-urétral. 
  • Le prélèvement se fait à l’aide d’un fin écouvillon (humidifié au préalable) inséré à une profondeur de 2 cm dans l’urètre. Réalisez un curetage en faisant légèrement pivoter l’écouvillon. 
• Lésion herpès : voir chez la femme

Épiderme et annexes cutanées 

• Écouvillon région inguinale : voir procédure CPE isolation (uniquement en NL) et MRSA isolation (uniquement en NL) dans le Livre des procédures
• Épithélium : entre deux lames de microscope ou récipient stérile de laboratoire. 
  • o    Pour les dermatophytes : le bord de la lésion est le plus actif. 
    • Frottez délicatement sur les lésions avec 70 % d’alcool pour éliminer les crèmes, lotions, poudres et contaminations bactériales sur la peau. 
    • Prélevez les épithéliums du bord actif en grattant avec un scalpel émoussé. 
    • Envoyez au laboratoire dans un récipient stérile de laboratoire ou entre deux lames de microscope (collées). 
  • Pour la gale : voir procédure Gale (uniquement en NL) : isolation de contact dans Livre des procédures 
• Ongle : récipient stérile de laboratoire
  • Nettoyez l’ongle avec 70 % d’alcool. Lavez avec de l’eau et du savon si très sale. 
  • Les dermatophytoses se situent sur la frontière entre l’ongle endommagé et l’ongle sain. Envoyez plusieurs fragments de cette région et du matériel provenant de la région sous l’ongle au laboratoire dans un récipient stérile de laboratoire. 
  • Sur la demande, précisez s’il s’agit d’un ongle de doigt ou de l’orteil. 
• Cheveu : entre deux lames de microscope ou dans un récipient stérile de laboratoire
  • Sélectionnez des cheveux qui brillent par fluorescence sous la lampe Wood. Si aucune fluorescence n’est visible, prélevez des cheveux cassés ou squameux. 
  • Les dermatophytoses se situent généralement dans le voisinage de la racine capillaire. Arrachez plusieurs cheveux à l’aide d’une pince à épiler (ne pas couper les cheveux). 
  • Pour les cheveux cassés à hauteur du cuir chevelu, utilisez un scalpel stérile.  
  • Envoyez au laboratoire dans un récipient stérile de laboratoire stérile ou entre deux lames de microscope (collées). 

Corps étrangers

• Embout de cathéter : voir procédure Embout de cathéter (uniquement en NL) dans le Livre des procédures
  • Munissez tout échantillon prélevé d’une étiquette d’identification du patient (en cas de récipient avec couvercle, apposez l’étiquette sur le récipient et non sur le couvercle !).
  • Si plusieurs prélèvements sont effectués à différents intervalles : mentionnez les dates et les heures des prélèvements sur les échantillons.
  • Déposez les échantillons prélevés ainsi que le formulaire de demande (soigneusement replié) dans un sachet en plastique pour envoi au labo. 

Réduisez au minimum le temps de conservation et de transport vers le laboratoire.  

Références

1. A guide to specimen management in clincial microbiology. Third edition. Miller J.M. & Miller S.A. ASM press 2017.
2. Collection, transport, and manipulation of clinical specimens and initial laboratory concerns. In Clinical microbiology procedures handbook. Fourth edition. Ed. Leber A. ASM press 2016.
3. European manual of clinical microbiology. First Edition. Ed. Cornaglia G., Courcol R., Herrmann J.L., Kahlmeter G., Peigue-Lafeuille H. and Vila J. 2012
4. Investigation of dermatological specimens for superficial mycoses. UK Standards for microbiology investigations. B39, issue no. 3.1, date 29.12.2016.
5. Basic principles and technique of bronchoalveolar lavage. King T.E. Uptodate versie 10.0.
6. Collection of diagnostic venous blood specimens. Clinical Laboratory Standards Institute GP41 – Seventh edition 2017.

L’échantillon prélevé doit pouvoir être identifié clairement et sans ambigüité. Le laboratoire acceptera uniquement les échantillons correctement identifiés ; le nom, le prénom et la date du patient doivent être repris sur l’échantillon (écrit à la main ou dactylographié sur une étiquette). Les échantillons identifiés doivent contenir la même identification que le formulaire de demande dûment identifié. Les échantillons non identifiés ne seront pas acceptés. Les vignettes d’identification doivent être apposées sur le récipient et non sur le couvercle. Il est, par ailleurs, interdit d’apposer une quelconque information sur le code-barres ou le code QR du récipient. 

Certains échantillons sont extrêmement sensibles aux conditions de conservation et de transport d’échantillon après prélèvement. En règle générale, le délai de conservation et de transport d’échantillon vers le labo doit être réduit au minimum. 

Vous trouverez les informations spécifiques concernant les conditions de conservation et de transport d’un échantillon pour une analyse dans la fiche d’analyse spécifique. 

La fiche d’analyse spécifique mentionne explicitement les analyses dont les délais de conservation et de transport après prélèvement sont critiques (stabilité réduite). Les directives décrites ci-dessous sont d’application pour toutes les autres analyses. 

Directives générales pour les délais maximums de conservation et de transport vers le laboratoire (sauf indication contraire sur la fiche d’analyse) : 

• Tubes de sang : toujours à température ambiante 
  • sédimentation : 4 heures (sauf à 4 °C : 24 heures)
  • numération des cellules : 24 heures
  • hémostase : 4 heures
  • chimie clinique : 24 heures 
• Échantillons d’urine : toujours à 4 °C (réfrigérateur)
  • délai maximum : 24 heures
• Échantillons microbiologiques :
  • Apportez les échantillons microbiologiques le plus rapidement possible (de préférence dans les deux heures) au laboratoire. Les retards peuvent provoquer la mort de bactéries pathogènes plus fragiles et/ou la prolifération de bactéries commensales ou contaminantes.
  • Si vous n’êtes pas en mesure d’apporter les échantillons dans les plus brefs délais, conservez-les comme décrits ci-dessus dans les fiches d’analyse spécifiques. 

Déposez les échantillons prélevés ainsi que le formulaire de demande (soigneusement replié) dans un sachet en plastique pour envoi vers le labo. 

Évitez les incidents par piqure : n’envoyez pas de seringues comprenant des aiguilles au labo !

Suite à la grande importance accordée à la phase préanalytique, le laboratoire effectue systématiquement quelques contrôles sur les demandes et les prélèvements obtenus. Lorsque ces contrôles mettent des lacunes en évidence, le rapport d’analyse contiendra un avertissement, ou un nouvel échantillon sera demandé. Au besoin, contactez le responsable de l’échantillonnage ou le médecin demandeur. 

Des contrôles sont effectués sur : 

• L’identification du patient sur les échantillons prélevés et sur le formulaire de demande ;
• Les échantillons erronés ou manquants ;  
• Les volumes d’échantillons insuffisants ;
• Les échantillons, colis et conditionnements non hygiéniques ;
• Les récipients non conformes ;
• Les délais de transport ;
• Les conditions de transport ;
• Les tubes de sérum hémolyse, indice d’ictère et lipémie ;
• Le degré de remplissage des tubes de sang.

Évitez tout contact direct avec le sang du patient.

L’utilisation de gants non stériles n’est pas obligatoire lors d’une prise de sang avec système fermé, sauf si :

• le patient ne coopère pas (pas en mesure d’appuyer sur le coton) ;
• la personne qui effectue la prise de sang est en formation ;
• la personne qui effectue la prise de sang a une lésion cutanée au niveau des mains ;
• si des gants s’avèrent nécessaires, portez des gants à votre taille. 

L’extérieur du récipient doit être propre après le prélèvement. 

Prévenez les incidents par piqure !

• Après prélèvement, ne remettez JAMAIS le protège-aiguille sur l’aiguille !
• Déposez les aiguilles et tout autre matériel dangereux immédiatement dans les containers à aiguilles dédiés.

Que faire en cas de syncope d’un patient ? 

Une syncope est une brève perte de conscience suite à une anémie cérébrale de courte durée provoquée par une baisse aigüe de la pression artérielle. 

De nombreux facteurs, même très banals, peuvent provoquer une syncope. En cas de syncope lors d’une prise de sang, les facteurs les plus fréquents sont : 

• Sensation d’oppression suite à un local de prélèvement trop chaud ou trop étroit ;
• Vue d’une aiguille (menace !) et surtout vue du sang ;
• Faim (la plupart des patients sont à jeun).

Dans certains cas, la syncope est précédée de nausées, de sueurs, d’étourdissements. Généralement, la syncope surgit tellement vite que les signes précurseurs passent inaperçus. Les personnes qui ont souffert d’une syncope présentent un visage blême et un pouls faible, voire très faible. Une contraction musculaire de courte durée peut se manifester.

Demandez à la personne de rester allongée, et mieux encore, jambes surélevées et tête baissée jusqu’à ce qu’elle se sente mieux. Ne la hissez pas directement sur une chaise, un geste qui ne ferait que ralentir la reprise de conscience. Ne vous éloignez pas, rassurez la personne, offrez éventuellement un verre d’eau (mais ne versez pas de liquide dans la bouche d’une personne inconsciente sous risque d’évacuation dans les poumons).

Le recouvrement spontané caractérise les syncopes. Un recouvrement qui se réalise surtout lorsque la personne prend une position horizontale. Le décubitus permet de rétablir le flux sanguin nécessaire en direction du cerveau afin que la personne puisse reprendre connaissance. 

L’état physiologique amoindri du système nerveux autonome (qui contrôle l’état de conscience) est à l’origine :

1. d’une plus grande probabilité de refaire une syncope si la personne tente de se lever ou de s’assoir après une première syncope (le flux sanguin vers le cerveau est une fois de plus réduit)
2. Des nausées, de la pâleur et des sueurs de la personne pendant les quelques minutes qui suivent la reprise de conscience.

Observez le teint de la personne, prenez son pouls, examinez les éventuelles contractions musculaires ou mictions involontaires et suivez étroitement sa respiration. Si la personne ne retrouve pas conscience rapidement, un autre problème peut être à l’origine de cette syncope — prévenez alors rapidement un médecin ou appelez l’ambulance. 

Les personnes diabétiques restées à jeun sont susceptibles de souffrir d’hypoglycémie, ce qui prend l’apparence d’une syncope au début. Dans la plupart des cas, vous serez au courant du diabète de la personne concernée. En cas d’hypoglycémie, invitez la personne à consommer du sucre.